Descrição
Hieff NGSTM O DNA Library Prep Kit é um kit de construção de biblioteca de nova geração especialmente desenvolvido e projetado para Iluminar® &MGI® plataforma de sequenciamento. Com base na geração anterior do kit de construção de biblioteca, este produto exibe maior eficiência no reparo final, dA-tailing e ligação do adaptador do que as versões anteriores. A enzima de alta fidelidade melhora significativamente a uniformidade e a fidelidade da amplificação. O kit é compatível com a maioria dos tipos de amostras de DNA, incluindo DNA genômico padrão de animais/plantas/micro-organismos, amostras FFPE, cfDNA e ChIP DNA.
Especificações
| Gato.No. | 12927ES08 / 12927ES24 / 12927ES96 |
| Tamanho | 8 rxn / 24 rxn / 96 rxn |
Componentes
| Componentes No. | Nome | 12927ES08 | 12927ES24 | 12927ES96 |
| 12927-UM | 56 μL | 168 μL | 672 μL | |
| 12927-B | Enzima Endprep | 24 μL | 72 μL | 288 μL |
| 12927-C | Intensificador de Ligação | 240 μL | 720 μL | 3×960 μL |
| 12927-D | Rápido T4 DNA Ligase | 80 μL | 240 μL | 2×480 μL |
| 12927-E | CanaceTM Mix de amplificação profissional | 200 μL | 600 μL | 3×800 μL |
Armazenar
Este produto deve ser armazenado a -25~-15℃ por 1 ano.
Notas
1. Sobre a operação
1. Por favor, opere com jalecos e luvas descartáveis, para sua segurança.
2. Descongele os componentes em temperatura ambiente. Após o descongelamento, misture bem no vórtex, gire o tubo brevemente e coloque-o no gelo para uso posterior.
3. Ao preparar a solução de reação de cada etapa, é recomendado usar uma pipeta para misturar bem ou agitar suavemente. Agitação vigorosa pode causar uma diminuição na saída da biblioteca.
4. É altamente recomendado usar pontas de pipeta filtradas para evitar contaminação cruzada. Certifique-se de trocar as pontas de pipeta ao processar amostras diferentes.
5. Operações impróprias podem muito provavelmente causar contaminações por aerossol, impactando a precisão do resultado. O isolamento físico obrigatório das regiões de mistura de reação de PCR e regiões de ensaio de purificação de produto de PCR é recomendado. Equipado com equipamentos como pipetas especializadas para construção de biblioteca.Realize a limpeza de rotina de cada área limpando as superfícies com hipoclorito de sódio a 0,5% ou alvejante a 10%.
6. Este produto é somente para uso em pesquisa.
2. Fragmentação de DNA
1. Este kit é compatível com DNA fragmentado mecanicamente ou enzimaticamente.
2. O kit é compatível com 100 pg - 1000 ng de DNA de entrada. É altamente recomendado usar DNA de entrada de alta qualidade com A260/A280 = 1,8-2,0. A Tabela 1 lista a quantidade recomendada de DNA de entrada.
Tabela 1 Quantidade recomendada de DNA de entrada
| Aplicativo | Tipos de amostra | DNA de entrada |
| GTS | Genoma complexo | 50 ng-1000 por cento |
| Sequenciamento de captura direcionado | Genoma complexo | 10 ng-1000 por cento |
| WGS, sequenciamento direcionado | ADN FFPE | 50 ng-1000 por cento |
| Sequenciamento direcionado | cfDNA/ctDNA | ≥500 pg |
| GTS | genomas microbianos | ≥1 ng |
| WGS (sem PCR) | DNA de entrada de alta qualidade | ≥50 ng |
Observação:Quando o DNA de entrada for de baixa qualidade ou for necessária a seleção do tamanho do DNA, a quantidade de DNA de entrada deverá ser aumentada adequadamente.
3.“DNA de entrada” refere-se especificamente às amostras de DNA prontas para reparo final/remoção de dA.
4. Uma etapa de purificação de esferas/seleção de tamanho é recomendada após a fragmentação se a amostra de DNA de entrada contiver altas concentrações de sais como o agente quelante de metal. Os sais podem impactar a eficiência das seguintes reações, incluindo reparo de extremidade e cauda dA. Elua as amostras de DNA em tampão TE em vez de água ultrapura esterilizada para fragmentação se estiver usando o método de fragmentação mecânica. Se estiver usando o método de fragmentação enzimática sem executar a limpeza de esferas ou seleção de tamanho antes de prosseguir para a preparação da biblioteca, certifique-se de que o tampão de parada usado não contenha excesso de agente quelante de metal. Caso contrário, limpe ou selecione o tamanho das amostras fragmentadas e elua-as em tampão TE ou água ultrapura esterilizada (≤50 μL) antes de prosseguir para a preparação da biblioteca.
3. Ligação do adaptador
1. Os kits de adaptador longo (adaptador com código de barras) e kits de adaptador curto da Illumina ou MGI estão disponíveis para os clientes escolherem de acordo com suas necessidades experimentais.
2. Foi recomendado selecionar adaptadores comerciais de alta qualidade. Se forem selecionados adaptadores feitos por você mesmo, confie a uma empresa com experiência em síntese de primers NGS e observe a necessidade de controle rigoroso de contaminação. Além disso, é recomendado preparar a solução de recozimento de DNA em uma bancada limpa e operar apenas um tipo de adaptador por vez para evitar contaminação cruzada..
3. Descongele os adaptadores no gelo ou a 4 °C; ao operar em temperatura ambiente, a temperatura do laboratório não deve exceder 25 °C para evitar que os adaptadores desnaturem.
4. A qualidade e a concentração dos adaptadores afetarão diretamente a eficiência da ligação e o rendimento da biblioteca. Concentração muito alta de adaptadores favorece a formação do dímero do adaptador, enquanto adaptador muito pequeno reduz a taxa de ligação e o rendimento da biblioteca. Diluições correspondentes com tampão TE de acordo com a quantidade de DNA de entrada ao usar o adaptador.Tabela 2 -5 lista os métodos de diluição do adaptador recomendados para diferentes quantidades de DNA de entrada usando este kit.
Mesa 2 O Illumina recomendadoTM quantidade de adaptador para entrada diferente ADN
| Entrada ADN | Diluição do adaptador (volume do adaptador: volume total) | Concentração |
| 0,1ng ~ 1ng | 150 vezes (1:150) | 0,1 μM |
| 1 ng ~ 10 ng | 75 vezes (1:75) | 0,2 μM |
| 10 ng ~ 25 ng | 15 vezes (1:15) | 1 μM |
| 25 ng ~ 100 ng | 7,5 vezes (1:7.5) | 2 μM |
| 100 ng ~ 1000 ng | 3 vezes (1:3) | 5 μM |
Mesa 3 O MGI recomendadoTM quantidade de adaptador para entrada diferente ADN
| Entrada ADN | Diluição do adaptador (volume do adaptador: volume total) | Concentração |
| 0,1ng ~ 1ng | 100-Fold (1:100) | 0,1 μM |
| 1 ng ~ 10 ng | 50- Dobrar (1 : 50) | 0.2 μM |
| 10 ng ~ 25 ng | 10- Dobrar (1 : 10) | 1 μM |
| 25 ng ~ 100 ng | 5 vezes (1:5) | 2 μM |
| 100 ng ~ 1000 ng | 2- Dobrar (1 : 2) | 5 μM |
Mesa 4 O Illumina recomendadoTM UMI quantidade de adaptador para entrada diferente ADN
| Entrada ADN | Diluição do adaptador (volume do adaptador: volume total) | Concentração |
| 0,1ng ~ 1ng | 150 vezes (1:150) | 0,1 μM |
| 1 ng ~ 10 ng | 75 vezes (1:75) | 0,2 μM |
| 10 ng ~ 25 ng | 15 vezes (1:15) | 1 μM |
| 25 ng ~ 100 ng | 7,5 vezes (1:7.5) | 2 μM |
| 100 ng ~ 1000 ng | 3 vezes (1:3) | 5 μM |
Mesa 5 O MGI recomendadoTM UMI adaptador aeuconta para entrada diferente ADN
| Entrada ADN | Diluição do adaptador (volume do adaptador: volume total) | Concentração |
| 5 não ~ 25 nãog | 50-Fold (1 : 50) | 0.2 μM |
| 25 ng ~ 100 ng | 10- Dobrar (1 : 10) | 1 μM |
| 100 ng ~ 1000 ng | 4- Dobrar (1 : 4) | 2.5 μM |
4. Limpeza de DNA baseada em esferas e seleção de tamanho
1. A seleção do tamanho do DNA pode ser realizada antes do reparo final/cauda dA, após a ligação do adaptador ou após a amplificação.
2. É recomendado realizar a seleção do tamanho logo após a ligação do adaptador se a quantidade de DNA de entrada for maior que 50 ng; caso contrário, execute a seleção do tamanho após a amplificação.
3. O Ligation Enhancer contém uma alta concentração de PEG, o que pode causar um impacto significativo na seleção precisa do tamanho. Portanto, se a seleção do tamanho for realizada logo após a ligação do adaptador, é altamente recomendável adicionar uma etapa de limpeza de esferas antes da seleção do tamanho. A etapa de seleção do tamanho pode ser realizada diretamente se for realizada antes do reparo final/remoção de dA ou após a amplificação da biblioteca.
4. As esferas magnéticas devem ser equilibradas em temperatura ambiente antes do uso, caso contrário o rendimento diminuirá e o efeito de seleção do tamanho será afetado.
5. As esferas magnéticas devem ser bem misturadas por vórtice ou pipetagem antes do uso.
6. Não aspire as esferas ao transferir o sobrenadante, mesmo pequenas quantidades das esferas podem afetar as reações seguintes.
7. O etanol 80% deve ser preparado recentemente, caso contrário afetará a eficiência da recuperação.
8. Para uma seleção precisa do tamanho, é recomendado começar com um volume maior que 100 μL. Se for menor, é recomendado aumentar o volume para 100 μL com água ultrapura.
9. As esferas magnéticas devem ser secas à temperatura ambiente antes da eluição do produto. Secagem insuficiente facilmente fará com que o resíduo de etanol afete as reações subsequentes; secagem excessiva fará com que as esferas magnéticas quebrem e reduzam o rendimento da purificação. Normalmente, a secagem à temperatura ambiente por 3-5 minutos é suficiente para permitir que as esferas sequem completamente.
10. Se necessário, as amostras de DNA purificadas ou selecionadas por tamanho são eluídas em 0,1× O tampão TE pode ser armazenado a 4°C por 1-2 semanas ou a -20°C por um mês.
5. Amplificação de biblioteca
1. Se deve ou não realizar a amplificação da biblioteca depende da quantidade de entrada de DNA, tipos de adaptadores, aplicações de dados de sequenciamento, etc. A etapa de amplificação é necessária se usar adaptadores parciais. Ao usar adaptadores de comprimento total, se o DNA de entrada < 200 ng, é recomendado realizar a amplificação; caso contrário, a amplificação não é necessária.
2. Os números do ciclo de amplificação devem ser rigorosamente controlados. A amplificação insuficiente pode levar a um baixo rendimento da biblioteca; A superamplificação pode introduzir aumento de viés, erros, leitura duplicada e produtos quiméricos. Tabela 6 lista os números de ciclos recomendados visando o rendimento da biblioteca de 1 μg.
Mesa 6 O número recomendado de ciclos para gerar 1.000 ng de rendimento da biblioteca
| DNA de entrada | Número de ciclos necessários para gerar 1 μg de rendimento de biblioteca |
| 1000 ng | 2 - 4 |
| 500 ng | 2 - 4 |
| 250 ng | 4 - 6 |
| 100 ng | 5 - 7 |
| 50 ng | 7 - 9 |
| 10 ng | 9 - 11 |
| 5 ng | 10 - 12 |
| 1 ng | 12 - 15 |
| 100 pg | 16 - 18 |
Observação：
1.Mesa 6 mostra o número de parâmetros de loop usando testes de DNA de entrada de alta qualidade de cerca de 200 pb. A qualidade do DNA FFPE varia muito e, quando a qualidade do DNA é ruim ou o comprimento da biblioteca é longo, o número de ciclos precisa ser aumentado adequadamente para obter bibliotecas suficientes.
2.EUSe a seleção do tamanho for necessária durante o processo de construção da biblioteca, é recomendado um número maior de ciclos para amplificação da biblioteca; caso contrário, é recomendado um número menor de ciclos.
3.EUSe forem utilizados adaptadores incompletos, pelo menos 2 ciclos precisam ser amplificados para formar um adaptador completo.
6. Análise de qualidade da biblioteca
1. A qualidade das bibliotecas construídas é geralmente analisada pela medição das concentrações e distribuições de tamanho.
2. Bibliotecas'as concentrações podem ser medidas por métodos baseados em fluorescência, como Qubit e PicoGreen ou qPCR.
3.NÃO é recomendado usar métodos de quantificação baseados em absorbância, como o NanoDrop.
4. É recomendado usar o método qPCR para quantificação de biblioteca: métodos baseados em fluorescência como Qubit e PicoGreen não conseguem diferenciar as estruturas de dsDNA incompletas (inserções sem adaptador ou com apenas uma das extremidades ligadas com adaptador) das bibliotecas completas. O método qPCR amplificará e medirá apenas as bibliotecas completas com ambas as extremidades ligadas com adaptadores (as bibliotecas sequenciáveis), fornecendo assim uma medição mais precisa para carregamento.
5. A distribuição de tamanho das bibliotecas pode ser analisada usando o Agilent Bioanalyzer ou outros dispositivos baseados nos princípios de eletroforese capilar ou microfluídica.
7. Outros materiais
1. Esferas magnéticas de purificação de DNA: Hieff NGSTM Contas de seleção de DNA (Yeasen Cat#12601) ou AMPure® XP Beads (A63880) ou outros produtos equivalentes.
2. Adaptadores: Adaptador completo para Illumina: Gato Yeasen#13519-13520; 384 Primers CDI duplos:Yeasen Gato#12412~Gato#12413; 384 Primers de Índice Duplo Único (UDI): Yeasen Gato#12312~Gato#12315; Adaptadores UMI UDI:Yeasen Gato#13370~Gato#13371; Adaptador completo para MGI: Yeasen Cat#13360-13362. Mistura de primer de DNA:Gato#12190 ou Gato#12191.
3. Análise de qualidade da biblioteca: Agilent 2100 Bioanalyzer DNA 1000 Chip/High Sensitivity Chip ou outros produtos equivalentes; reagentes quantitativos da biblioteca.
4. Outros materiais: etanol absoluto, água ultrapura estéril, pontas de pipeta de baixa retenção, tubo de PCR, suportes magnéticos, termociclador, etc.
Instruções
Passo 1. Fim do reparo/dA-Taling
1. Descongelamento os reagentes mencionados na Tabela 7 . Inverta para misturar bem os reagentes e coloque-os no gelo para uso posterior.
2. Montar os reagentes conforme Tabela 7 no gelo.
Mesa 7 Sistema de reação End Repair/ dA-Tailing
| Componentes | Volume (μL) |
| DNA fragmentado | x |
| Tampão Endprep | 7 |
| Enzima Endprep | 3 |
| ddH2O | Até 60 |
3. Misture delicadamente pipetando ou agitando. Centrifugue brevemente para dissolver a solução.
4. Coloque o tubo em um termociclador e ajuste o programa de acordo com a tabela 8.
Mesa 8 Reparo de extremidade/remoção de dA programa de reação
| Temperatura | Tempo |
| Aqueça a tampa até 105 °C | Sobre |
| 30 °C | 30 min |
| 72 °C | 30 min |
| 4 °C | Segurar |
Passo 2. Ligação do adaptador
1. Diluir o adaptador na concentração apropriada de acordo com a Tabela 2-5.
2. Descongelamento os reagentes mencionados na Tabela 9 . Inverta para misturar bem os reagentes e coloque-os no gelo para uso posterior.
3. Montar os reagentes conforme Tabela 9 no gelo.
Mesa 9 Ligação do adaptador résistema de ação
| Componentes | Volume (μL) |
| DNA de cauda dA（Produto da etapa 1） | 60 |
| Intensificador de Ligação | 30* |
| Adaptador de DNA | 5** |
| Rápido T4 DNA Ligase | 10 |
| ddH2O | 5 |
| Total | 110 |
Observação: *O Ligation Enhancer é viscoso. Misture bem invertendo ou vertexando e centrifugar brevemente antes de usar.
**A concentração original do IluminarTM adaptador de YEASE é 15 μM. Dilua o adaptador de acordo com a quantidade de entrada e fixar o volume do adaptador em 5 μL.
**A concentração original do MGITM adaptador de YEASE é 10 μM. Dilua o adaptador de acordo com a quantidade de entrada e fixar o volume do adaptador em 5 μL.
4. Misture bem pipetando suavemente para cima e para baixo e gire brevemente para coletar todo o líquido das laterais do tubo..
5. Incube a amostra em um termociclador pré-aquecido conforme mostrado na Tabela 10 e executar a reação de conexão do adaptador.
Mesa 10 Programa de reação de ligação do adaptador
| Temperatura | Tempo |
| Aqueça a tampa até 105°C | Desligado |
| 20°C | 15 minutos |
| 4°C | Segurar |
Etapa 3. Limpeza ou seleção de tamanho após a ligação do adaptador
Esta etapa é para purificar ou selecionar o tamanho do produto na etapa 2 com esferas magnéticas. A purificação pode remover adaptadores de resíduos, dímeros de adaptadores ou outros produtos inutilizáveis.
Limponão acima do DNA ligado ao adaptador
1. Preparação: faça o Hieff NGSTM Seleção de DNA Beads fora da geladeira, e equilibre em temperatura ambiente por pelo menos 30 minutos. Prepare etanol 80% fresco.
2. Misture bem as contas invertendo-as ou colocando-as em vértice.
3. Adicionar 88 μL Hieff NGSTM Contas de seleção de DNA (0.8×, Contas: DNA = 0.8:1) ao tubo contendo o produto ligado ao adaptador, agitar e misturar bem e incubar em temperatura ambiente por 5 minutos.
4. Centrifugue brevemente para fazer a solução descer e coloque o tubo de centrífuga no suporte magnético. Após as esferas magnéticas serem completamente adsorvidas (cerca de 5 min), remova cuidadosamente o líquido.
5. Mantenha o tubo no suporte magnético, adicione diretamente 200 μL de etanol 80% recém-preparado ao tubo. Incube em temperatura ambiente por 30 segundos e remova cuidadosamente o líquido.
6. Repita passo 5 novamente.
7. Mantenha o tubo no suporte magnético, abra a tampa e seque as contas até que elas estejam apenas rachadas (não mais que 5 minutos).
8. Retire o tubo do suporte magnético para eluição e eluir o DNA
1). Se o produto não precisar ser selecionado em tamanho, adicione 21 μL de ddH2O diretamente. Misture bem agitando ou pipetando para cima e para baixo 10 vezes. Incube em temperatura ambiente por 5 min. Gire o tubo brevemente e coloque-o no suporte magnético. Quando a solução estiver límpida (cerca de 5 min), transfira 20 μL do sobrenadante para um novo tubo de PCR cuidadosamente sem tocar nas esferas magnéticas.
2). Se o produto precisar ser selecionado em tamanho, adicione 102 μL de ddH2O diretamente. Misture bem agitando ou pipetando para cima e para baixo 10 vezes. Incube em temperatura ambiente por 5 min. Gire o tubo brevemente e coloque-o no suporte magnético. Quando a solução estiver límpida (cerca de 5 min), transfira 100 μL do sobrenadante para um novo tubo de PCR cuidadosamente sem tocar nas esferas magnéticas.
Observação: Se o produto purificado precisar ser armazenado, ele pode ser eluído com tampão TE.
Seleção de tamanho do DNA ligado ao adaptador
1.Preparação: faça o Hieff NGSTM DNA Selection Beads fora da geladeira e equilibre em temperatura ambiente por pelo menos 30 minutos. Prepare etanol 80% fresco.
2. Misture bem as contas invertendo-as ou colocando-as em vértice.
3. Com base nos tamanhos alvo, adicione a primeira rodada de esferas aos modelos de DNA purificado de 100 μL de acordo com a Tabela 11Misture bem agitando ou pipetando 10 vezes.
Mesa 11 Contas recomendadas: proporções de DNA para seleção de tamanho com base em contas
| Tamanho da biblioteca de DNA inserida | 150 - 250 pb | 200-300 pb | 300-400 pb | 400-500 pb |
| Tamanho final da biblioteca de DNA | 250-350 pb | 350-450 pb | 450-550 pb | 550-650 pb |
| Relação de volume no 1 st redondo (Contas:DNA) | 0,80× | 0,70× | 0,60× | 0,55× |
| Relação de volume no 2 e redondo (Contas:DNA) | 0,20× | 0,20× | 0,20× | 0,15× |
Observação: "×" na tabela indica o volume da amostra de DNA. Por exemplo, se o comprimento da inserção da biblioteca for 250 pb e o volume de DNA da amostra for 100 μL, o volume de esferas magnéticas usadas na primeira rodada de classificação será 0,7×100 μL=70 μL; o volume de esferas magnéticas usadas na segunda rodada de classificação será 0,20×100 μL=20 μL. O volume de esferas recomendado na tabela é para o DNA ligado ao adaptador. Se o procedimento de seleção de tamanho for realizado antes da ligação, consulte os protocolos de fabricação da Hieff NGSTM Contas de seleção de DNA (Cat#12601).
4. EUncubar em temperatura ambiente por 5 minutos.
5. Gire o tubo brevemente e coloque-o no suporte magnético. Quando a solução estiver límpida (cerca de 5 min), transfira o sobrenadante para um novo tubo de PCR.
6. Adicione a segunda rodada de contas de seleção à amostra da etapa 5 de acordo com a tabela 11.Misture bem agitando ou pipetando para cima e para baixo pelo menos 10 vezes.
7. EUncubar em temperatura ambiente por 5 minutos.
8. Centrifugue brevemente para fazer a solução descer e coloque o tubo de centrífuga no suporte magnético. Após as esferas magnéticas serem completamente adsorvidas (cerca de 5 min), remova cuidadosamente o líquido.
9. Mantenha o tubo no suporte magnético, adicione diretamente 200 μL de etanol 80% recém-preparado ao tubo. Incube em temperatura ambiente por 30 segundos e remova cuidadosamente o líquido.
10. Repita etapa 9 de novo.
11. Mantenha o tubo no suporte magnético, abra a tampa e seque as contas até que elas estejam apenas rachadas (não mais que 5 minutos).
12. Retire o tubo do suporte magnético para eluição, e adicione diretamente 21 μL de ddH2O. Misture bem agitando ou pipetando para cima e para baixo e incubando em temperatura ambiente por 5 minutos. (Observação: se for necessário armazenar o produto purificado, elua em tampão TE.) Gire brevemente o tubo e coloque-o em um suporte magnético até que o líquido fique claro (cerca de 5 minutos). Transfira cuidadosamente 20 μL do sobrenadante para um novo tubo de PCR sem tocar nas esferas.
Passo 4 Amplificação de biblioteca
Esta etapa pode enriquecer os produtos purificados ou selecionados por tamanho por amplificação por PCR.
1. Descongele a lista de reagentes na tabela 12, inverta e misture bem e coloque-os no gelo para uso posterior.
2. Monte a seguinte reação em um tubo de PCR esterilizado.
Mesa 12 reação de PCR de DNA ligado ao adaptador sistema
| Componentes | Volume (μL) |
| DNA ligado ao adaptador | 20 |
| CanaceTM Mix de amplificação profissional | 25 |
| Mistura de primer* | 5 |
| Total | 50 |
[Observação]: * se o adaptador completo foi usado, Hieff NGSTM Mistura de primer (Gato Yeasen#12190 ou Cat#12191) em necessidade; Se um adaptador incompleto for usado (Cat#12412~Cat#12413, Cat#12312~Gato#12315, Cat#13370~Cat#13371), consulte as instruções do kit e use o Index Primer fornecido no kit para amplificação.
3. Misture delicadamente pipetando ou agitando e centrifugue brevemente para dissolver a solução.
4. Coloque o tubo em um termociclador e configure o programa de acordo com a tabela 13 para iniciar a amplificação.
Mesa 13 Programa de reação de amplificação por PCR
| Temperatura | Tempo | Ciclo |
| Aqueça a tampa até 105°C | Sobre | - |
| 98°C | 45 segundo | 1 |
| 98°C |
|
Consulte a tabela 6 |
| 60°C | 30 segundos | |
| 72°C | 30 segundos | |
| 72°C | 1 minuto | 1 |
| 4°C | Segurar | - |
Passo 5 Limpeza pós-amplificação/seleção de tamanho
O limpo os degraus acima referem-se a etapa 3.Hieff NGSTM As esferas de seleção de DNA (0,9×, esferas:DNA=0,9:1) são usadas para purificar o produto de PCR. Se a seleção de tamanho for necessária, consulte etapa 3.
Passo 6 Controle de Qualidade das Bibliotecas Finais
A qualidade da biblioteca construída é geralmente avaliada pela medição da concentração e distribuição de tamanho. Para detalhes, consulte a Nota 6.
Pagamento e segurança
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Investigação
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Perguntas frequentes
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